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Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 18146 (2022) Citer cet article

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Les biofilms bactériens sont des colonies complexes de bactéries adhérant à une surface statique et/ou les unes aux autres. Les biofilms bactériens présentent une résistance élevée aux agents antimicrobiens et peuvent provoquer des infections nosocomiales potentiellement mortelles. Malgré les efforts de la communauté scientifique étudiant la formation et la croissance des biofilms bactériens, l'interaction préliminaire des bactéries avec une surface et la formation ultérieure de biofilms à un stade précoce ne sont toujours pas claires. Dans cette étude, nous présentons une surveillance en temps réel et sans étiquette de l'interaction des bactéries Escherichia coli et Pseudomonas aeruginosa avec des surfaces de contrôle en verre non traitées et des surfaces traitées avec du chlorure de benzalkonium, un composé chimique connu pour ses propriétés antimicrobiennes. L'étude de preuve de principe a été réalisée dans un microscope optique inversé standard exploitant le phénomène optique des caustiques comme outil de surveillance de la diffusion bactérienne et de l'adhérence précoce et de la viabilité associée. Le pouvoir de résolution amélioré de la configuration optique a permis de surveiller et de caractériser la dynamique des bactéries, ce qui a fourni des preuves de la relation entre la dynamique d'adhésion bactérienne et la viabilité, ainsi que la capacité à former un biofilm. Les bactéries viables adhérant à la surface présentaient une dynamique de glissement ou de rotation notable tandis que les bactéries tuées par contact avec la surface restaient statiques une fois collées à la surface. Cette différence de dynamique a permis la détection précoce de la formation de biofilm et offre la possibilité de quantifier l'efficacité des surfaces et des revêtements antimicrobiens.

Les biofilms sont des communautés microbiennes dynamiques complexes qui colonisent et se développent sur les surfaces. Le passage de l'état planctonique individuel (cellule bactérienne unique flottant en solution) à un biofilm améliore la tolérance des bactéries aux antibiotiques et leur croissance même dans des conditions défavorables1. Dans le biofilm, les bactéries sont enfermées dans une matrice extracellulaire autoproduite, composée de substances polymères extracellulaires (EPS) qui, avec des protéines liant les glucides, des structures adhésives telles que des pili et des flagelles et des substances extracellulaires, agissent comme un échafaudage stabilisateur pour la structure tridimensionnelle du biofilm. Cette structure fournit aux bactéries la quantité appropriée de nutriments nécessaires pour favoriser leur croissance et leur reproduction, améliorant les interactions cellule-cellule, l'échange d'ADN et protégeant les composants du biofilm du dessèchement, de la prédation et d'autres agents nocifs externes2.

Les mécanismes d'adhésion bactérienne et de formation de biofilm sont régis par plusieurs facteurs physiques, chimiques et biologiques. La première phase de la formation du biofilm concerne la fixation individuelle d'une seule bactérie sur une surface. Les cellules bactériennes individuelles sont transportées vers la surface soit par des forces physiques, soit par une capacité de locomotion intrinsèque. Les bactéries mobiles utilisent des structures, telles que les flagelles, pour s'approcher de la surface, guidées par des réponses chimiotactiques, aérotactiques ou phototactiques. La motilité favorise à la fois l'interaction initiale avec la surface et le mouvement le long de celle-ci. D'autre part, les cellules non mobiles, sont délivrées à la surface par des processus de diffusion et de sédimentation ou par l'écoulement du fluide dans lequel elles sont en suspension3. Une fois qu'une bactérie s'est approchée de la surface, l'attachement initial est régulé par : des forces attractives et répulsives, principalement Van der Waals et des interactions électrostatiques ; les propriétés de la surface telles que la texture, la rugosité et l'hydrophobicité ; et, les propriétés de la solution telles que le pH et la température4. Cependant, les bactéries attachées peuvent se détacher de la surface et rejoindre l'état planctonique dans un processus appelé adhésion réversible, à la suite de forces hydrodynamiques, de forces répulsives ou en réponse à la disponibilité des nutriments5. Si les conditions environnementales sont favorables, une bactérie se fixe de façon permanente à la surface et commence à sécréter de l'EPS, établissant une liaison permanente avec la surface (appelée adhésion irréversible) et favorisant la fixation de bactéries supplémentaires6. Les bactéries fixées de manière irréversible continuent à sécréter de l'EPS, formant une micro-niche favorable à leur survie, leur prolifération et leur cohésion. La présence de microcolonies bidimensionnelles de bactéries en interaction attachées à une surface représente la phase précoce du processus de formation des biofilms7. Le biofilm bactérien se développe à partir d'une monocouche bidimensionnelle de bactéries fixées de manière irréversible à une colonie multicouche tridimensionnelle qui continue de croître, se projetant dans le milieu environnant sur des centaines de microns. Cette structure de biofilm agit comme un système circulatoire primitif, reliant les cellules individuelles et permettant l'échange de nutriments et l'élimination des déchets. Dans cette dernière étape, le biofilm est finalement rompu par la pression causée par le nombre toujours croissant de bactéries ou par l'action de forces externes, telles que le cisaillement ou l'abrasion des fluides. Les bactéries sont alors à nouveau dispersées dans le milieu environnant, capables de coloniser et d'infecter un nouveau substrat (Fig. 1)8.

Représentation schématique des cinq étapes de la formation du biofilm8.

Les biofilms bactériens représentent jusqu'à 80 % des infections nosocomiales aux États-Unis, et en raison de leur adaptabilité et de leur plus grande résistance aux antibiotiques, les biofilms bactériens peuvent facilement se former sur les dispositifs médicaux et les tissus humains, entraînant des infections chroniques et potentiellement mortelles9. Par conséquent, les méthodologies visant à prévenir la formation de biofilm ou à activer le système immunitaire pour éradiquer ces communautés sont essentielles pour un contrôle efficace des maladies liées au biofilm.

Plusieurs stratégies ont été étudiées précédemment pour prévenir la formation de biofilm bactérien et l'infection ultérieure, avec le développement d'une gamme de surfaces dites antimicrobiennes. La majorité de ces surfaces sont conçues pour tuer les bactéries au contact ou à proximité par la libération de substances antimicrobiennes (surfaces biocides)10.

Malgré des efforts importants pour caractériser et prévenir la formation de biofilms et en raison de la variété des forces impliquées, une compréhension claire de l'interaction bactérie-surface préliminaire et de la formation subséquente de biofilms à un stade précoce est nécessaire pour développer des stratégies antimicrobiennes efficaces et pour soutenir leur traduction en -scénarios in vivo et réels. Dans cette étude, nous avons suivi en temps réel la dynamique et les interactions de surface des bactéries E. coli et P. aeruginosa exposées à des surfaces en verre, avec ou sans revêtement antimicrobien, sans étiquetage des bactéries. E. coli est une bactérie à Gram négatif, en forme de bâtonnet, non sporulante, considérée comme un organisme modèle pour les études en génie biologique et en microbiologie industrielle. La plupart des souches d'E. coli sont inoffensives pour le corps humain et se trouvent dans l'intestin des organismes à sang chaud. Cependant, plusieurs souches d'E. coli sont pathogènes et responsables d'infections dans divers dispositifs médicaux, tels que les cathéters urétraux et intravasculaires, les prothèses articulaires, les shunts et les greffes11. Le biofilm d'E. coli peut également être responsable d'infections de la peau et des tissus mous12. P. aeruginosa est une bactérie à Gram négatif, en forme de bâtonnet, asporogène et monoflagellée, connue pour provoquer des infections graves chez les patients immunodéprimés atteints de cancer et les patients souffrant de brûlures graves et de mucoviscidose13.

L'imagerie bactérienne est couramment réalisée à l'aide de la microscopie à fluorescence car elle améliore le faible pouvoir de résolution et le faible contraste réalisables avec la microscopie à fond clair courante. Cependant, étant donné les limites de la microscopie à fluorescence, y compris le photoblanchiment et la phototoxicité, et le manque de connaissances sur l'effet sur les fonctions et les processus bactériens causés par l'exposition aux colorants fluorescents, des stratégies ont été développées pour effectuer une surveillance sans étiquette des cellules bactériennes et de leur adhérence initiale à une surface. Entre autres techniques, la microscopie à contraste de phase est l'une des techniques optiques sans marqueur les plus efficaces en termes de résolution et de contraste de l'image acquise, permettant le suivi tridimensionnel d'une cellule bactérienne dans des environnements simples et complexes14. Cependant, la microscopie à contraste de phase nécessite un montage optique spécialisé et coûteux, équipé d'un condenseur spécifique avec un anneau condenseur couplé à des objectifs caractérisés par la présence de lamelles de phase responsables du retard des rayons diffractés15. Une autre technique optique complémentaire à la microscopie à contraste de phase, et capable de produire des images à fort contraste d'organismes biologiques, est la microscopie à contraste interférentiel différentiel. La haute résolution et le contraste sont obtenus grâce à l'utilisation de deux faisceaux cohérents interférents. La technique est capable de visualiser des cellules humaines16 et bactériennes17 ; cependant, il nécessite une configuration optique spécialisée et coûteuse, équipée d'une série de polariseurs et de prismes.

Dans cette étude, l'imagerie a été réalisée en générant des signatures caustiques de populations de bactéries, permettant leur surveillance dans un microscope optique inversé commun avec seulement quelques ajustements simples et sans aucune exigence de marquage fluorescent. Le pouvoir de résolution élevé de la configuration optique basée sur les caustiques a permis la caractérisation qualitative de la dynamique des bactéries E. coli et P. aeruginosa et la détection des interactions préliminaires bactéries-surface, fournissant des informations en temps réel sur les bactéries formant un biofilm et proliférant sur la surface cible.

Le but de l'étude était d'étudier le mécanisme d'attachement des bactéries aux surfaces et de caractériser qualitativement la relation potentielle entre la dynamique présentée par les bactéries lors de l'interaction avec la surface et leur viabilité ou leur capacité à démarrer un biofilm. Les résultats fournissent des preuves de relations entre la dynamique des bactéries et la formation d'un biofilm qui a des implications directes pour la caractérisation de l'efficacité des surfaces antimicrobiennes ainsi que pour l'évaluation de la formation précoce de biofilms. La technologie décrite et employée dans cette étude peut être utilisée pour générer des données sous forme d'images en temps réel et faciliter ainsi des études rentables sans étiquette sur l'efficacité des surfaces antimicrobiennes in vitro.

L'imagerie bactérienne a été réalisée sur la souche non mobile E. coli ATCC 10536 et sur la souche mobile P. aeruginosa ATCC 15442. Les deux souches sont couramment utilisées pour les recherches antimicrobiennes. Des cultures de bactéries d'une nuit ont été diluées à McFarland Standard 0, 5 dans un bouillon Luria – Bertani (LB) ou une solution saline tamponnée au phosphate (1 × PBS, pH 7, 4) selon le cas pour obtenir une concentration de travail d'environ 108 UFC / ml. Les bactéries ont été diluées dans du PBS pur ou dans une solution de LB à 10 % v/v dans du PBS. La quantité de LB a été limitée à une concentration maximale de 10 % v/v pour limiter la croissance et la capacité de prolifération des bactéries, permettant ainsi des temps de surveillance plus longs pour l'interaction entre une seule bactérie et la surface cible et la formation du biofilm. La limite basse de LB a également minimisé les signatures caustiques générées par les nutriments dans le milieu (par exemple, voir la Fig. 1 dans le matériel supplémentaire). La dynamique et les interactions bactériennes ont été suivies dans un microscope inversé optique standard (Axio Observer.Z1 m, Carl Zeiss), monté sur des pieds antivibratoires (VIBe, Newport) pour isoler l'échantillon de l'environnement, en utilisant 60 μl de solution bactérienne dans une cavité profonde (250 ± 10 μm de profondeur) dans des lames de microscopie. Le microscope était équipé d'une caméra monochrome (AxioCam ICm1, Carl Zeiss) pour acquérir des images et enregistrer des vidéos jusqu'à 30 ips et d'un système d'incubation sur scène (Incubator PM S1, Heating Insert P S1, Temp and CO2 module S1, Carl Zeiss) pour contrôler la température et la quantité de CO2 présente lors des expériences. Le pouvoir de résolution de la configuration optique a été augmenté en apportant quelques ajustements simples à la configuration normale du microscope en suivant la procédure décrite par Patterson et Whelan pour générer des signatures caustiques de la bactérie18. Les signatures optiques caustiques ont facilité la reconnaissance de la morphologie structurelle des bactéries et l'identification de bactéries uniques et de groupes de bactéries, ainsi que la dynamique de leurs interactions. La microscopie électronique à balayage nécessite le séchage et la fixation de la population bactérienne qui arrête les interactions dynamiques, par conséquent, pour valider les signatures caustiques sans étiquette associées aux bactéries en solution et adhérant à la surface, des images de fluorescence de bactéries exposées à des surfaces de verre témoins ont été acquises avec le même montage optique utilisant une source de lumière fluorescente. Les bactéries E. coli ont été colorées avec les colorants fluorescents SYTO9 et l'iodure de propidium (PI) du kit LIVE/DEAD BacLight (Invitrogen), un kit de fluorescence bien connu utilisé pour évaluer la viabilité des bactéries en solution. SYTO 9 est une coloration d'acide nucléique fluorescente verte capable de pénétrer la membrane des bactéries Gram-positives et Gram-négatives vivantes et mortes, tandis que PI est une coloration nucléaire et chromosomique fluorescente rouge qui pénètre les cellules bactériennes dont la membrane est rompue19.

Le kit LIVE/DEAD BacLight se compose de deux composants :

Composant A : colorant SYTO 9, colorant 1,67 mM/PI, solution 1,67 mM 300 µL dans du DMSO

Composant B : colorant SYTO 9, colorant 1,67 mM/PI, solution 18,3 mM 300 µL dans du DMSO

Comme les deux composants du kit sont constitués à la fois de colorants SYTO 9 et PI, nous avons décidé d'utiliser un fluorochrome différent, le bleu trypan, pour colorer la population bactérienne exposée aux surfaces recouvertes de chlorure de benzalkonium (BKC). Le bleu trypan ne colore sélectivement que les cellules bactériennes dont les membranes sont rompues, ce qui permet d'identifier les cellules mortes.

L'efficacité du BKC en tant qu'agent antimicrobien et son effet sur l'interaction bactérie-surface ont été testés en étalant une solution à 0,1 % de BKC dans de l'eau DI sur certaines surfaces de verre. Les surfaces traitées au BKC ont été laissées 2 h, pour permettre l'évaporation complète de la solution de BKC et le dépôt du film de BKC, avant que des solutions de bactéries ne leur soient exposées.

La dynamique des bactéries et leurs interactions avec les surfaces ont été évaluées sur une période de 20 s à l'aide du plugin ImageJ Trackmate, qui permettait de segmenter automatiquement des taches ou des objets grossièrement sphériques à partir d'une image 2D ou 3D et de les suivre dans le temps20.

La capacité d'imagerie de la configuration optique utilisée dans cette étude pour visualiser les bactéries a été validée par rapport à la microscopie à fluorescence en capturant des images consécutives de la même région de l'échantillon en passant du mode caustique au mode de fluorescence qui impliquait l'utilisation d'une source de lumière différente. La figure 2 montre qu'il n'y a pas de différence notable entre les images capturées dans les modes caustique et de fluorescence, confirmant la capacité de la technique caustique à générer des signatures optiques pour toutes les bactéries présentes dans le champ de vision, permettant la surveillance en temps réel et caractérisation de la dynamique et de l'interaction des bactéries sans aucune exigence de marquage fluorescent. De plus, le mode caustique permet une meilleure définition de la structure macro-échelle des bactéries à imager.

Comparaison entre la même population de bactéries E. coli imagée au microscope optique inversé en mode caustiques (en haut) et en mode fluorescence (en bas). Les bactéries E. coli ont été colorées avec les colorants fluorescents SYTO9 et l'iodure de propidium (PI) du kit LIVE/DEAD BacLight. Il n'y a pas de différences significatives entre les deux techniques d'imagerie. Les trois bactéries mises en évidence par les flèches noires dans l'image des caustiques ne sont pas à la surface et ont été capturées lorsqu'elles sont alignées perpendiculairement à la surface lors de leur diffusion aléatoire, ce qui donne une signature optique presque sphérique.

La figure 3 montre une comparaison entre la signature optique typique d'une bactérie E. coli adhérant à la surface générée en utilisant le mode caustique et le mode fond clair. Le mode caustique permet la reconnaissance des principaux composants structurels de la bactérie, à savoir la membrane, les nucléoïdes et les anneaux Z entre eux qui servent d'échafaudage pour recruter les protéines de la division FtsZ, et induit éventuellement des forces qui resserrent la cellule21.

Photographie de la signature optique générée par une bactérie E. coli prise avec le microscope optique inversé utilisé dans cette configuration de travail pour : (a) le mode caustique ; (b) mode fond clair.

L'interaction des bactéries E. coli avec les surfaces a été étudiée en caractérisant la dynamique des bactéries en contact avec la surface. Des contrôles en verre standard et des surfaces BKC antimicrobiennes ont été utilisés pour étudier la gamme d'interactions bactéries-surface. Le verre standard peut être considéré comme un témoin positif qui permet l'adhésion bactérienne, tandis que le BKC a été incorporé comme témoin négatif qui est accepté comme antimicrobien et tue les bactéries adhérentes. Une fois qu'une bactérie s'approche de la surface du verre, l'interaction préliminaire est principalement régulée par des interactions électrostatiques et hydrodynamiques. Dans notre scénario expérimental, les bactéries et le verre portent une charge de surface négative. La membrane externe d'E. coli est chargée négativement en raison de la dissociation des groupes carboxyle et phosphate dans le peptidoglycane et les lipopolysaccharides des parois cellulaires22, tandis que le verre est connu pour acquérir une charge négative au contact de solutions aqueuses, principalement en raison de la dissociation des les groupements silanol23 :

La force électrostatique répulsive résultante générée par l'interaction entre les bactéries et la surface contraste avec l'attachement initial et oblige les bactéries à diffuser au hasard au-dessus de la surface, présentant un mouvement brownien (Fig. 4a). Cependant, en raison des autres forces impliquées, telles que les forces de Van der Waals (attractives) et les forces gravitationnelles, les bactéries peuvent surmonter la répulsion électrostatique et se fixer à la surface. En fonction de la surface de la membrane fixée à la surface et de la dynamique de la bactérie qui en résulte, on peut distinguer deux types de fixation : la fixation rotative, lorsqu'une seule extrémité de la bactérie adhère à la surface et que la bactérie présente une rotation mouvement autour du poteau attaché (Fig. 4b); et fixation latérale, lorsque la bactérie adhère à la surface sur une partie de sa longueur et que la bactérie présente une translation ou un glissement (Fig. 4c). La même dynamique d'interaction a été observée chez les bactéries dispersées à la fois dans le LB et le PBS (Figs. S1 à S4 de l'ensemble de données disponible en ligne). Ces types d'attachement ont été récemment étudiés expérimentalement en utilisant la microscopie à fond clair par Agladze et al., dans le but de caractériser l'attachement réversible et irréversible des bactéries E. coli. Les auteurs ont conclu que l'attachement latéral est irréversible et que les bactéries connaissant cette adhérence spécifique ne présentent aucun mouvement24. Cependant, nos résultats démontrent que l'attachement initial est réversible même lorsqu'il est latéral. En fonction des forces agissant sur les bactéries, le type de fixation peut passer de rotatif à latéral et vice versa (Figs. S5 à S10 de l'ensemble de données disponible en ligne). Ainsi, en raison de la variété des forces et des interactions mises en jeu, la distinction entre attachement irréversible et réversible doit être faite non pas sur la base de la surface adhérée mais en considérant l'échelle de temps de l'interaction25. Dans cette étude, il a été observé que même les bactéries attachées latéralement à la surface n'étaient pas stationnaires et n'étaient pas simplement collées statiquement à la surface mais présentaient un mouvement de glissement le long de la surface. À ce stade, on rapporte que les bactéries commencent à sécréter des substances polymères extracellulaires (EPS)6. La couche EPS, ainsi que les forces attractives de Van der Waals et les pili membranaires, ont renforcé l'adhérence et élargi la surface autour d'une bactérie qui est influencée par sa présence, et agit comme un piège à nutriments facilitant la fixation d'autres bactéries. D'autre part, les bactéries entrant en contact avec la surface de verre revêtue de BKC viennent adhérer statiquement à la surface, permettant la reconnaissance de bactéries saines capables de démarrer un biofilm à partir de bactéries statiques et potentiellement mortes (Fig. 4d). Les figures 5a, 6 et 7 montrent les signatures caustiques des cellules exposées à une surface recouverte de BKC et qui se sont révélées statiques, ce qui implique que les cellules étaient mortes et adhéraient à la surface, ce qui a été confirmé par analyse de fluorescence à l'aide de bleu trypan (Fig. 5b) , un colorant capable de pénétrer dans les cellules aux membranes rompues26. Le BKC est un tensioactif cationique bien connu pour ses propriétés antimicrobiennes27. Une fois déposé, il confère une charge nette positive à la surface, attirant la charge négative des bactéries et les faisant soudainement adhérer statiquement une fois livrés à la surface (Figs. S11-S13 de l'ensemble de données disponible en ligne). De plus, le BKC est capable de dénaturer les protéines et de perturber la membrane cytoplasmique des bactéries, provoquant leur mort28.

Pistes (lignes jaunes) des sections (cercles violets) de quatre bactéries E. coli subissant : (a) une diffusion aléatoire au-dessus de la surface ; (b) accessoire rotatif ; (c) fixation latérale ; (d) fixation statique. La dynamique des quatre bactéries a été suivie pendant environ 20 s. La longueur des barres d'échelle est de 5 μm.

Bactéries E. coli colorées au bleu trypan et attachées statiquement à une surface BKC imagée avec un microscope optique inversé en mode caustique (a) et en mode fluorescence (b).

Photographie de la signature optique générée par une bactérie E. coli morte.

Population de bactéries E. coli mortes dispersées dans du PBS et exposées à une surface de verre traitée au BKC pendant 1 h. La longueur de la barre d'échelle est de 20 μm.

L'analyse effectuée sur la bactérie E. coli a été répliquée sur la bactérie P. aeruginosa, afin d'établir si la motilité induite par les flagelles présentée par la bactérie P. aeruginosa influence l'interaction avec la surface. Les résultats obtenus suggèrent qu'une fois approchées de la surface, les bactéries P. aeruginosa interagissent avec la surface présentant le même type de dynamique observée pour les bactéries E. coli non flagellées. P. aeruginosa attaché aux surfaces de contrôle en verre n'était pas statique mais commençait à tourner autour du poteau attaché (attache rotative, Fig. 8a) ou à glisser le long de la surface (attache latérale, Fig. 8b). Cependant, la présence du flagelle semble améliorer l'amplitude de mouvement des bactéries attachées à la surface, entraînant une rotation ou un mouvement latéral plus évident le long de la surface (Figs. S15-S16 de l'ensemble de données disponible en ligne).

Pistes (lignes rouges) des coupes (cercles violets) d'une bactérie P. aeruginosa : (a) rotatoire fixée ; (b) attaché latéralement et (c) statique (mort). Les bactéries mortes ont adhéré statiquement à la surface, ce qui a entraîné l'absence de traces visibles au fil du temps. La dynamique des deux bactéries a été suivie pendant environ 20 s. La longueur des barres d'échelle est de 5 μm.

En ce qui concerne E. coli, même les bactéries P. aeruginosa exposées à une surface de verre recouverte de BKC ont soudainement adhéré statiquement à la surface et n'ont montré aucune dynamique pendant la période d'observation (Fig. 8c, Figs. S17-S18 de l'ensemble de données disponible en ligne ).

Il est important d'observer que le mouvement aléatoire indicatif du mouvement brownien ne se produit pas sur la figure 8 et serait attendu pour les objets passifs dans une solution. Par conséquent, il semble raisonnable de considérer le mouvement rotatif ou linéaire des bactéries adhérant à une surface comme indicatif de la vie et l'absence de tout mouvement comme indicatif d'une bactérie morte adhérant à la surface.

Lorsqu'elles sont exposées à des surfaces de verre non traitées, après seulement 2 h, deux bactéries ou plus se sont alignées et ont interagi les unes avec les autres, marquant le début de la formation d'une colonie bidimensionnelle ou la première étape d'un biofilm7. Bactéries alignées de manière semi-ordonnée, essayant de minimiser l'espace qui les sépare et d'augmenter la surface de contact entre elles (Fig. 9, Figs. S19-S20 de l'ensemble de données disponible en ligne). Après 24 h, la concentration de bactéries et la taille des colonies de biofilm ont augmenté proportionnellement à la quantité de nutriments en solution (Figs. 10, 11, 12, 13). Il est à noter que même lorsqu'une colonie tridimensionnelle s'est développée, il était encore possible de reconnaître la dynamique du système (Figs. S21–23 de l'ensemble de données disponible en ligne). En effet, même à ce stade de la formation du biofilm, les bactéries n'étaient pas statiques mais continuaient à sécréter de l'EPS et à interagir dynamiquement avec la surface et entre elles. D'autre part, les images acquises des bactéries exposées aux surfaces traitées au BKC ont démontré l'efficacité du composé antimicrobien à tuer les bactéries au contact, car il n'y avait pas de croissance de la population de bactéries et une absence de formation d'un biofilm dans le temps (Figs. 14, 15, Fig. S24 de l'ensemble de données disponible en ligne).

Les bactéries E. coli se regroupent pour former des biofilms.

Population de bactéries E. coli dispersées dans du PBS et exposées à une surface de verre pendant 24 h. La longueur de la barre d'échelle est de 20 μm.

Population de bactéries P. aeruginosa dispersées dans du PBS et exposées à une surface de verre pendant 24 h. La longueur de la barre d'échelle est de 20 μm.

Population de bactéries E. coli dispersées dans une solution de LB à 10 % dans du PBS et exposées à une surface de verre pendant 24 h. La longueur de la barre d'échelle est de 20 μm.

Population de bactéries P. aeruginosa dispersées dans une solution de LB à 10 % dans du PBS et exposées à une surface de verre pendant 24 h. La longueur de la barre d'échelle est de 20 μm.

Population de bactéries E. coli mortes dispersées dans un PBS et exposées à une surface de verre traitée au BKC pendant 24 h. La longueur de la barre d'échelle est de 20 μm.

Population de bactéries P. aeruginosa mortes dispersées dans un PBS et exposées à une surface de verre traitée au BKC pendant 24 h. La longueur de la barre d'échelle est de 20 μm.

Dans cet article, nous avons présenté une caractérisation expérimentale des mécanismes de fixation présentés par les bactéries E. coli et P. aeruginosa pour contrôler les surfaces de verre et les surfaces de verre recouvertes d'un agent antimicrobien. Les résultats démontrent que la viabilité des bactéries et leur capacité à initier des biofilms peuvent être étudiées en évaluant leur dynamique et leurs interactions avec la surface. Les bactéries saines adhérant à la surface de contrôle en verre présentaient un mouvement latéral ou rotatif détectable. Ainsi, l'observation de ces comportements permet la reconnaissance précoce de l'apparition d'un biofilm potentiel. En revanche, les bactéries mortes adhéraient statiquement aux surfaces traitées au BKC, du fait de la force électrostatique attractive et de la dégradation de leur membrane externe. Nos résultats fournissent non seulement de nouvelles informations empiriques sur les interactions bactéries-surface en temps réel, mais ont également des implications potentielles dans les enquêtes sur la formation précoce d'un biofilm ou sur l'efficacité d'un revêtement antimicrobien.

Les ensembles de données générés et/ou analysés au cours de l'étude actuelle sont disponibles dans le référentiel DataCat à : https://doi.org/10.17638/datacat.liverpool.ac.uk/1631.

Høiby, N., Bjarnsholt, T., Givskov, M., Molin, S. & Ciofu, O. Résistance aux antibiotiques des biofilms bactériens. Int. J. Antimicrobe. Agents 35(4), 322–332 (2010).

Article PubMed Google Scholar

Sharma, D., Misba, L. & Khan, AU Antibiotiques contre biofilm : un champ de bataille émergent dans les communautés microbiennes. Antimicrobien. Résister. Infecter. Contrôle 8(1), 1–10 (2019).

Article Google Scholar

Wilson, M. Biofilms bactériens et maladies humaines. Sci. Programme. 84(3), 235–254 (2001).

Article CAS PubMed Google Scholar

Donlan, RM Biofilms : vie microbienne sur les surfaces. Urgence Infecter. Dis. 8(9), 881–890 (2002).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Kostakioti, M., Hadjifrangiskou, M. & Hultgren, SJ Biofilms bactériens : Développement, dispersion et stratégies thérapeutiques à l'aube de l'ère post-antibiotique. Cold Spring Harb. Perspective. Méd. 3(4), a010306 (2013).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Garrett, TR, Bhakoo, M. & Zhang, Z. Adhérence bactérienne et biofilms sur les surfaces. Programme. Nat. Sci. 18(9), 1049–1056 (2008).

Article CAS Google Scholar

Fu, J. et al. Stratégies pour interférer avec les biofilms bactériens à un stade précoce. Devant. Microbiol. 12, 1339 (2021).

Article Google Scholar

Kaplan, JB Dispersion de biofilms : mécanismes, implications cliniques et utilisations thérapeutiques potentielles. J. Dent. Rés. 89(3), 205–218 (2010).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhang, K., Li, X., Yu, C. et Wang, Y. Stratégies thérapeutiques prometteuses contre les défis du biofilm microbien. Devant. Cellule infectée. Microbiol. 10, 359 (2020).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Tiller, JC Surfaces antimicrobiennes. Dans les surfaces bioactives. Advances in Polymer Science (eds.: Börner H & Lutz JF) 240 (Springer, 2010).

Sharma, G. et al. Biofilm d'Escherichia coli : Développement et stratégies thérapeutiques. J. Appl. Microbiol. 121(2), 309–319 (2016).

Article CAS PubMed Google Scholar

Cardona, AF & Wilson, SE infections de la peau et des tissus mous : un examen critique et le rôle de la télavancine dans leur traitement. Clin. Infecter. Dis. 61, S69–S78 (2015).

Article CAS PubMed Google Scholar

Wu, W., Jin, Y., Bai, F. & Jin, S. Chapitre 41—Pseudomonas aeruginosa. Dans Molecular Medical Microbiology (deuxième édition) (eds Tang, Y. et al.) 753–767 (Academic Press, 2015).

Google Scholar

Taute, K., Gude, S., Tans, S. & Shimizu, TS Suivi 3D à haut débit de bactéries sur un microscope à contraste de phase standard. Nat. Commun. 6, 8776 (2015).

Article ADS CAS PubMed Google Scholar

Lovitt, RW & Wright, CJ Microscopie : Microscopie optique. Dans Encyclopédie de microbiologie alimentaire. 2e éd. (eds. Batt, CA & Tortorello, ML) 684–692 (Academic Press, 2014).

Tsunoda, M., Isailovic, D. & Yeung, ES Imagerie tridimensionnelle en temps réel de la division cellulaire par microscopie à contraste interférentiel différentiel. J. Microsc. 232(2), 207–211 (2008).

Article MathSciNet CAS PubMed Google Scholar

Obara, B., Roberts, MA, Armitage, JP & Grau, V. Identification de cellules bactériennes dans des images de microscopie à contraste interférentiel différentiel. BMC Bioinform. 14, 134 (2013).

Article Google Scholar

Patterson, EA & Whelan, MP Suivi des nanoparticules dans un microscope optique à l'aide de caustiques. Nanotechnologie 19(10), 105502 (2008).

Article ADS PubMed Google Scholar

Berney, M., Hammes, F., Bosshard, F., Weilenmann, H. & Egli, T. Évaluation et interprétation de la viabilité bactérienne en utilisant le kit LIVE/DEAD BacLight en combinaison avec la cytométrie en flux. Appl. Environ. Microbiol. 73(10), 3283–3290 (2007).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Tinevez, J. et al. TrackMate : une plate-forme ouverte et extensible pour le suivi d'une seule particule. Méthodes 115, 80–90 (2017).

Article CAS PubMed Google Scholar

Xiao, J. & Goley, E. Redéfinir les rôles de l'anneau FtsZ dans la cytokinèse bactérienne. Courant. Avis. Microbiol. 34, 90–96 (2016).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Liang, X. et al. Les propriétés de surface d'E. coli diffèrent entre les environnements d'eau de cours d'eau et de sédiments. Devant. Microbiol. 7, 1732 (2016).

Article PubMed PubMed Central Google Scholar

Behrens, SH & Grier, DG La charge des surfaces de verre et de silice. J. Chem. Phys. 115(14), 6716–6721 (2001).

Article ADS CAS Google Scholar

Agladze, K., Wang, X. et Romeo, T. La périodicité spatiale de la microstructure du biofilm d'Escherichia coli K-12 s'initie au cours d'une phase de développement d'attachement polaire réversible et nécessite l'adhésine polysaccharidique PGA. J. Bactériol. 187(24), 8237–8246 (2005).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Tuson, HH & Weibel, DB Interactions bactéries-surface. Matière molle 9(17), 4368–4380 (2013).

Article ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Fang, I. & Trewyn, BG Chapitre trois—Application de nanoparticules de silice mésoporeuses dans la délivrance intracellulaire de molécules et de protéines. Méthode Enzymol. 508, 41–59 (2012).

Article CAS Google Scholar

Fazlara, A. & Ekhtelat, M. Les effets désinfectants du chlorure de benzalkonium sur certains agents pathogènes d'origine alimentaire importants. Suis. Eurasien J. Agric. Environ. Sci. 12(1), 23–29 (2012).

CAS Google Scholar

Aodah, AH et al. Préparation et évaluation du désinfectant pour les mains au chlorure de benzalkonium comme alternative potentielle aux gels pour les mains à base d'alcool. Pharmacie saoudienne. J. 29(8), 807–814 (2021).

Article CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

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FG reconnaît avec gratitude le financement du UK Engineering and Physical Sciences Research Council sous la forme d'une bourse de doctorat.

École d'ingénierie, Université de Liverpool, Brownlow Hill, Liverpool, L69 3BX, Royaume-Uni

Francesco Giorgi, Judith M. Curran et Ann A. Patterson

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FG a mené les expériences sous la supervision directe de JMC & EAPFG a préparé la première ébauche du manuscrit et tous les auteurs ont contribué à la production de la version finale. Tous les auteurs ont donné leur approbation à la version finale du manuscrit.

Correspondance à Francesco Giorgi.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Giorgi, F., Curran, JM & Patterson, EA Surveillance en temps réel de la dynamique et des interactions des bactéries et de la formation précoce de biofilms. Sci Rep 12, 18146 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-22669-0

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Reçu : 03 avril 2022

Accepté : 18 octobre 2022

Publié: 28 octobre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-22669-0

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